Сальмонеллёз относится к числу распространённых заболеваний, поражающих все виды животных наиболее восприимчив к сальмонеллёзу молодняк однако, при плохом ко
|
|
Скачать 0.55 Mb.
|
|
Из данных таблицы видно, что сальмонеллы обладают значительной устойчивостью к высушиванию, однако выживают только единичные особи этих бактерий (менее 0. 01%). При биотермическом обезвреживании навоза сальмонеллы инактивируются в течение трёх недель. В солёном мясе они сохраняют жизнеспособность 5-6 месяцев, а при содержании в продукте 6-7% поваренной соли могут даже размножаться. В замороженном мясе сальмонеллы сохраняют жизнеспособность 2-3 года. Сальмонеллы обладают значительной устойчивостью и к тепловой обработке мяса и других продуктов. Некоторые культуры S. typhi murium погибают в продуктах при температуре 75 градусов через 25 минут, другие выдерживают температуру до 85 градусов в течение 40 минут. Повышенная теплоустойчивость сальмонелл в мясе по сравнению со взвесями объясняется тем, что при естественном инфицировании мяса сальмонеллы находятся в нём в тесной биологической связи, а во взвесях и в искусственно инфицированном мясе эти бактерии не так тесно связаны с окружающей средой. Устойчивость сальмонелл к нагреванию в естественно инфицированном фарше намного выше, несмотря на то, что концентрация микробных клеток в этом фарше в несколько раз меньше, чем в искусственно инфицированном. Значительной устойчивостью обладают сальмонеллы на объектах внешней среды. Камерон (1951) отмечает, что размножившиеся в естественной среде микробы более теплоустойчивы, чем развившиеся в искусственной среде. Поэтому устойчивость бактерий на питательных средах не всегда соответствует их устойчивости в пищевых продуктах. Во многих случаях отдельные клетки того или иного штамма сальмонелл способны переносить более высокую температуру, чем основная масса микробов данного серотипа. Амплитуда колебаний температуры, при которой сальмонеллы сохраняют жизнеспособность, довольно широка: от –76 до + 95-100 градусов. Так, по данным Шаховского некоторые штаммы S. typhimurium выдерживали замораживание до –76 градусов в течение двух часов, а нагревание до 100 градусов (Меркль). Однако амплитуда температур, при которых сальмонеллы способны размножаться, меняется в менее широких пределах. Петцольд и Шайбнер, изучая температурные границы роста 40 серотипов сальмонелл, установили, что нижней границей размножения выделенных от птиц микроорганизмов является температура в 5 и 8 градусов, а верхней 46 и 47 градусов, хотя единичные клетки некоторых серотипов сальмонелл в опытах этих авторов оказались способными к размножению даже при 56 градусах. По данным Ковбасенко (1964) нижней температурной границей размножения S. typhimurium, S. enteritidis, S. dublin, S. choleraesuis является температура –1-3 градуса, а верхней по Нефедьевой 48-50 градусов. Сальмонеллы обладают повышенной устойчивостью к воздействию на них поваренной соли, которая угнетает развитие микробов. В опытах Карасёва S. enteritidis, S. paratyphi B и S. typhimurium оставались жизнеспособными в солёном мясе в течение 4-8 месяцев при содержании в рассоле 29% поваренной соли. По некоторым данным сальмонеллы в 30% растворе хлорида натрия при температуре 20 градусов инактивируются через неделю, а 12% растворе не погибают и через месяц. Было также установлено, что выживаемость сальмонелл в рассолах обратно пропорциональна концентрации в них поваренной соли. В кислой среде жизнеспособность сальмонелл значительно снижается, а при менее длительной экспозиции они погибают. Губительное действие на сальмонелл оказывает ионизирующее излучение. Границы бактерицидного действия УФЛ обычно находятся в пределах длины волны от 200 до 313 тм. Однако установлено, что 5-6 часовое облучение культур сальмонелл лампой ПРК-2 не вызывало 100% гибели микроорганизмов. Сальмонеллы довольно устойчивы и к другим видам лучистой энергии. Полного стерилизующего эффекта достигают применением дезинфицирующих веществ. Так, 5% раствор ксилонафта 5 при температуре 18-20 градусов обезвреживает поверхности. Подогретый до 60 градусов 3% раствор гидроксида натрия обезвреживает поверхности за 2 часа, а раствор хлорной извести – за 1 час. 6. Вирулентность. В различных опытах по изучению вирулентных свойств S. ovis было использовано 400 белых мышей, 200 морских свинок, 108 голубей, 60 кроликов, 48 сусликов, 8 ягнят, 11 валушков, 3 суягные овцематки,8 беременных морских свинок и 6 беременных кроликов.
К интраперитониальному заражению мыши наиболее чувствительны. Имеется прямая зависимость между дозой культуры и сроком гибели. Дозы в 500-250-150 млн. микробных тел вызывают гибель мышей обычно через 20 – 30 часов. Минимальная смертельная доза при этом способе заражения 25 тыс. микробных тел. Не все штаммы S. ovis в одинаковой степени являются патогенными для лабораторных животных. В нашем опыте из 10 штаммов 6 обладали наиболее выраженными вирулентными свойствами, при интраперитониальном заражении дозой 10-25 тыс. микробных тел они вызывали гибель белых мышей, а при дозе 250 млн. микробных тел – гибель морских свинок. Два штамма S. ovis обладали средней вирулентностью, они вызывали закономерную гибель белых мышей при интраперитониальном заражении в дозе 500млн, частично вызывали смерть в дозе 10 млн., дозы 500 и 10 тыс. микробных тел во всех случаях не являлись смертельными. Морские свинки постоянно погибали от дозы 3 млрд. микробных тел и во всех случаях выживали при заражении их дозами от 250 млн. до 1 млрд. микробных тел.
Штаммы S. ovis в процессе хранения на твёрдых питательных средах значительно снижают свои вирулентные свойства. В опыте морские свинки не погибали от введения 1 млрд., а белые мыши 10 млн. микробных тел из штаммов, хранившихся в течение 6 месяцев. По истечении 12 месяцев ещё слабее: морские свинки выживали от введения 3 млрд., а белые мыши 500 млн. микробных тел. Двукратное пассирование штаммов S. ovis (весной и осенью) через организм ягнят или овец является необходимым условием для поддержания вирулентных свойств в лабораторных условиях. Диаграмма температурных кривых ягнят, суягных маток, валухов, переболевших и выживших после заражения.
Обозначения:  Валухи Ягнята Суягные маткиДиаграмма температурных кривых 2х недельных ягнят, суягных маток, валухов, заражённых интравенозно смертельной дозой.
Обозначения:  Ягнята Суягные маткиВалухи^ В естественных условиях сальмонеллы являются возбудителями септических инфекций, поражений желудочно-кишечного тракта, пневмоний, а также абортов у животных. Сальмонеллы поражают телят, ягнят, поросят, птиц, грызунов, жеребят, пушных зверей (серебристо-чёрные лисицы, песцы, норки, нутрии). Неблагоприятными факторами являются: неудовлетворительное кормление и содержание, они способствуют возникновению болезни. Большинство распространённых видов сальмонелл вирулентно для лабораторных животных, хотя вирулентность может варьировать в широких пределах. Сальмонеллы образуют термостабильный эндотоксин, который высвобождается при разрушении бактерий или может извлекаться химическим путём (обработка трихлоруксусной кислотой, трипсином и др.) при внутрибрюшном введении лабораторным животным он вызывает воспаление кишечника, диарею, парезы и судороги. Вопрос о продуцировании сальмонеллами экзотоксина изучен недостаточно. Заражение происходит преимущественно через пищеварительный канал, а также аэрогенно, внутриутробно и трансвариально (птицы). При острой и подострой формах сальмонеллы вначале размножаются в кишечнике, затем через кишечные ворсинки проникают в лимфатические образования кишечника и брыжеечные лимфатические узлы. Здесь происходит интенсивное размножение бактерий вследствие чего развиваются первые воспалительные процессы. после этого бактерии проникают в общий лимфо- и кровоток и наступает бактериемия, сопровождающаяся паренхиматозной диффузией. У беременных животных (овца, кобыла, промысловые животные) сальмонеллы локализуются главным образом в матке, обуславливая воспалительные процессы в ней, а также плодных оболочек, сепсис плода и аборты. В последующем сальмонеллы обильно выделяются с содержимым кишечника, из родовых путей (в период после аборта) и с носовой слизью (пневмония). В этот период происходит значительное увеличение антител и резко активизируется система РЭС. В результате размножения сальмонелл происходит накопление огромной биомассы и при распаде бактерий высвобождается эндотоксины. Последние вызывают целый комплекс воспалительных, дистрофических, некробиотических, грануломатозных изменений в тканях органов, множественные кровоизлияния в них, под серозным покровом и в слизистых оболочках кишечника и мочевого пузыря. После клинического выздоровления животные в течение нескольких недель и месяцев могут оставаться сальмонеллоносителями. При сальмонеллёзах птиц развиваются сепсис, катаральный энтерит, дистрофические изменения в печени и яичниках. Токсигенные свойства S. abortus ovis. 1.максимальное накопление токсина происходит между 10-15 днями роста культуры возбудителя паратифа овец. 2. наиболее подходящей средой для получения токсина является бульон Хоттингера. 3.Токсины возбудителя паратифа овец связаны с микробной клеткой. 4.Токсин 15 суточных культур S. abortus ovis , выращенных на бульоне Хоттингера рн 7.4, при внутривенном введении в дозе 14 мл убивают 8 месячного ягнёнка весом 23 кг в течение 40 часов, в дозе 7мл -–вызывает заболевание, но не гибель. Для успешного заражения ягнят или овец S. abortus ovis пероральным путём необходимо наличие определённых сдвигов в физиологическом состоянии животных. Наиболее вероятными предрасполагающими факторами являются: гипо- или авитаминозное состояние, нарушение белкового и солевого обмена веществ. У сальмонелл (кроме S. gallinarum, S. pullorum) два основных антигенных комплекса: О-АГ (соматический) термостабильный; Н – АГ (жгутиковый) термолабильный, белковой природы. Антигенная структура разработана Кауфманом и Уайтом. (схема). ^
Детерминантная группа О – АГ (способность вступать в реакцию) принадлежит сахарам. Серологическая специфичность и иммунологическая активность определяются полисахаридами полного АГ. Частью соматического АГ являются полисахариды R- остова, присутствующие как у R – так и у S- форм. Чтобы избежать образования шероховатых форм, рекомендуют использовать среды для хранения штаммов без углеводов, редкие пересевы и миофильное высушивание. Н – антигены (жгутиковые) обладают как специфическими свойствами, характерными для определённого вида и типа (АГ первой фазы), так и неспецифическими (АГ второй фазы). Если сальмонелла содержат оба жгутиковых АГ, их называют двухфазными, если один – однофазными. Каждый тип (или вид) сальмонелл может содержать несколько соматических и жгутиковых антигенов. О- и Н- антигены вызывают образование различных антител, отличающихся по характеру агглютината. О-агглютинация мелкозернистая, клетки соединяются полярными поверхностями, образуя мелкие агрегаты. Н – агглютинация характеризуется образованием хлопьевидного рыхлого агглютината, клетки соединяются своими жгутиками, происходит их полное обездвиживание. На основании общности соматических антигенов, сальмонеллы объединены в серологические группы, которые обозначаются прописными буквами латинского алфавита: A, B, C, D, E и др. , которые нередко выделяют от человека, животных и птиц. Всего основных серологических групп 13 и одна дополнительная. Дополнительная таблица Кауфмана – Уайта включает 65 серологическую группу, из них 21 группа основных. Внутри группы сальмонеллы дифференцируются на основании особенностей Н-антигенов, при этом 1-ая фаза обозначается строчными буквами латинского алфавита , 2-ая фаза арабскими цифрами или латинскими буквами. К настоящему времени систематизировано около 2200 серотипов сальмонелл. Для идентификации сальмонелл путём иммунизации кроликов готовят монорецепторные сыворотки к каждому антигену. На основании изучения антигенных свойств сальмонелл сначала определяют по О-антигену принадлежность микробов (РА на стекле или пробирочным методом), а затем при помощи Н-рецепторных сывороток устанавливают типовую принадлежность. Этот метод позволяет судить о полноценности антигенной структуры и определять антигенные вариации (изменение или утрата какого-либо АГ). Знание антигенной структуры сальмонелл особенно необходимо при отборе штаммов в процессе изготовления вакцин и конструировании вакцинных препаратов. Установлена антигенная общность сальмонелл с бактериями следующих родов: Escherichia, Citrobacter, Brucella, Listeria, Pasteurella, Aeromonas. Особое значение имеют антигенные связи бруцелл и сальмонелл: сыворотки животных, больных бруцеллёзом реагируют с сальмонеллёзными антигенами, что может повлечь диагностические ошибки ( за счёт общности О-антигена 12) Лабораторная диагностика.
При прижизненной диагностике исследуют кровь в первые четыре дня заболевания (метод гемокультуры), носовую слизь, истечение из родовых путей и фекалии (метод копрокультуры). Метод гемокультуры лучше применять в период бактериемии (выраженная температурная реакция) и при подостром течении сальмонеллёза (телята, ягнята). С этой целью 5-10 мл крови, взятой из ярёмной вены, засеваются в 5-6 пробирок и 2-3 флакона с МПБ и 10-20% бычьей желчью или на полужидкий агар. На следующие сутки делают посевы из чашки Петри с плотными дифференциальными средами (Эндо, Плоскирева, Левина или висмут-сульфитный агар). Посевы носовой слизи и истечений из родовых путей делают в чашки Петри со средой Эндо или Плоскирева. При исследовании фекалий материал берут с помощью стеклянной трубки или ватного тампона и засевают в чашки Петри с дифференциальными средами, а также на среды накопления (Селенитовая, Мюллера, Кауфмана). Для посмертной диагностики в лабораторию направляют свежие трупы животных и абортированные плоды. От трупов крупных животных посылают паренхиматозные органы с учётом наибольшей локализации сальмонелл (печень с желчным пузырём и лимфоузлами, селезёнку, брыжеечные лимфоузлы, трубчатую кость), в случае аборта – свежий плод. Исследуемые объекты обычно микроскопируют (готовят мазки и окрашивают по Грамму). На МПБ, МПА и одну из дифференциальных сред Эндо, Плоскирева или висмут сульфитный агар засевают кровь, взятую из сердца, материал из паренхиматозных органов, лимфатических узлов, костного мозга, желтков яичника (птиц). При подозрении на хроническую форму дополнительно высевают материал на одну из сред накопления (селенитовая, Мюллера и т.д.). Полученные культуры дифференцируют и идентифицируют на основании культуральных, биохимических и антигенных свойств, при необходимости прибегают к постановке биопробы на лабораторных животных (белых мышах). На среде Эндо сальмонеллы в отличие от эшерихий вырастают бесцветными колониями (не ферментируют лактозу); на висмут сульфитном агаре (кроме группы С) растут в виде чёрных колоний с металлическим блеском. Важное значение придаётся биохимической характеристике. По биохимическим свойствам можно идентифицировать близкие типы и определить отдельные варианты (биовары). Культуры, типичные для сальмонелл, не ферментирующие лактозу и сахарозу, не образующие индол, испытывают в реакции агглютинации (на стекле) сначала с поливалентными О-сыворотками серологических групп B, C1, C2, D и Е1. При положительной реакции определяют принадлежность к серологической группе с помощью О – агглютинирующих сывороток соответствующих групп, а затем с монорецепторными Н – сыворотками до типа.
Обозначения: + положительный результат;
Х поздний и непостоянный положительный или отрицательный; V различные биохимические типы, положительный или отрицательный результат. В производстве монорецепторных агглютинирующих сывороток в качестве продуцентов используют в основном кроликов. Полученные сыворотки проверяют на активность (титр антител) и выпускают в жидком и сухом состоянии. ^ От каждой тонны определённого вида субпродуктов отбирают пять проб, весом не менее 100 грамм каждая, цельным куском. Образцы отбирает вет-врач или под его контролем другой работник производственно-ветеринарного контроля. Пробы берут стерильными инструментами из нижних, верхних и средних слоёв исследуемой партии (тонны) субпродуктов, в остывочной камере холодильника или в процессе хранения (перед реализацией). Каждую пробу завёртывают в отдельности в пергаментную бумагу, помещают в бумажный пакет, на котором ставят дату взятия материала, вид субпродуктов, место их хранения (номер партии и холодильной камеры) и направляют в лабораторию в металлической или стеклянной таре. В случае пересылки образцов за пределы предприятия тару опечатывают или пломбируют. В сопроводительном документе указывают: вид продукции, кому принадлежит продукт и адрес, количество направленного материала, цель исследования, дата и подпись лица, направившего материал для исследования. ^ Мышечную ткань, лимфоузлы, паренхиматозные органы освобождают от жировой ткани. Затем от каждой из 5 проб вырезают кусочки (по 5г) и готовят среднюю пробу (25г), которую измельчают ножницами, растирают в ступе или гомогенизируют в измельчителе в течение 2 минут с физраствором в соотношении 1:4. 25г полученной суспензии или гомогената вносят в среду обогащения. При исследовании свиных субпродуктов обязательно производить посевы на среду Киллиана. Посевы выдерживают в течение 12 – 16 часов при температуре 37 градусов, а затем производят пересев на две следующие питательные среды: Плоскирева, висмут сульфитный агар, Эндо, Левина, на которых через 18 – 24 часа учитывают рост микрофлоры. ^ Из подозрительных на сальмонеллы колоний приготавливают мазки с окраской по Грамму, исследуют на подвижность и производят пробную агглютинацию на стекле с поливалентной сывороткой. При получении положительной агглютинации с поливалентной сывороткой, её проводят на стекле отдельно с монорецепторными сыворотками. При характерном росте колоний на элективной среде, положительной пробе агглютинации и наличии подвижных грамм – отрицательных палочек дают ответ об обнаружении бактерий сальмонеллёзной группы. В случае отрицательных результатов пробной агглютинации, но при характерном росте на элективной среде и соответствующих морфологических признаках бактерий, производят посев из подозрительной колонии на среды, содержащие лактозу, глюкозу, сахарозу, маннит и арабинозу. Если по биохимическому ряду культура принадлежит к сальмонеллёзной группе, а реакция агглютинации отрицательна, то бактерий относят к неагглютинирующим штаммам сальмонеллёзной группы и дают ответ о заражении субпродуктов сальмонеллёзными бактериями. ^ используется для постановки диагноза на сальмонеллёз при жизни животного, а также для выявления открытых форм сальмонеллёзоносительства. С этой целью исследуют сыворотку крови ЗРА (у кур ставят реакцию кровекапельной агглютинации). Специфичность РА проверялась на овцах, заражённых экспериментально возбудителями паратифа телят, поросят, Coli communis, Coli communior, гемолитическим стрептококком, лептоспирой, возбудителем геморрагической септицемии и вирусом оспы. Во всех случаях, кроме оспы, культуры вводились подкожно в несмертельных для овец дозах. Овцы, экспериментально заражённые указанными возбудителями, при исследовании полученной от них сыворотки по РА, кроме S. ovis, S. abortus equi, S. enteritidis Gartneri, не дали положительных титров с АГ паратифа овец. Это говорит о специфичности РА как метода дифференциальной диагностики и о резком отличии антигена S. ovis от АГ других микробов, участвовавших в опыте, с отрицательными показателями РА. Для выяснения степени нарастания агглютининов в крови у заражённых паратифом овец был поставлен следующий опыт: шесть овец были заражены суточной агаровой культурой S. ovis в концентрации 1 млрд, из них две овцы заражались алиментарным путём в дозе 20 мл, две подкожно и интрамускулярно в дозе по 10 мл, и ещё две интравенозно в дозе 1мл. Предварительное двукратное исследование сыворотки от заражённых животных дало отрицательный результат. В период проведения опыта РА с сывороткой подопытных животных ставилась много раз на протяжении 30 дней. В результате было выяснено в каждом отдельном случае время появления и продолжительность нахождения агглютининов в крови экспериментально заражённых овец. Результат этих опытов приведён в таблице. Степень нарастания агглютининов в крови овец, заражённых различными способами S. ovis.
Из приведённых опытов видно, что: А) высота нормального титра у здоровых суягных овец, валухов и ягнят колеблется в пределах 1:25, 1:50 Б) агглютинины в крови у овец, экспериментально заражённых различными способами, появляются на 4-ый день после заражения, при этом агглютинационный титр, повышаясь, достигает максимума при подкожном, интрамускулярном и интравенозном заражении к 14-му дню, а при алиментарном к 22-му дню, в последующие дни титр агглютин6инов начинает снижаться. В) РА является специфическим методом диагностики паратифа овец, при этом она восполняет отрицательные стороны бактериологического метода. ^ В двух неблагополучных по паратифу овец хозяйствах, где бактериологически установлен паратиф, была поставлена задача – выяснить характер абортов среди маток. С этой целью была исследована по РА кровь абортировавших овец в период с 10 по 25 дней после аборта, для чего в первом хозяйстве кровь была взята от 27 овцематок, а во втором от 19. Результат проверки показал, что не у всех овцематок сыворотка крови дала положительную РА с АГ, изготовленным из S. ovis. Так, например, из 27 исследованных проб крови, взятых от абортировавших овец в первом хозяйстве, положительную реакцию с указанным АГ дали 18, с 9 пробами сыворотки реакция была отрицательной. Во втором хозяйстве из 19 проб положительными оказались 14. Таким образом, из 32 проб крови, полученных из двух различных хозяйств, 3 пробы агглютинировали АГ S. ovis в разведении 1:100, 5 – 1:200, 10 – 1:400, 8 – 1:800, 2 – 1:1600 и 4 пробы – 1:3200. Следовательно, РА даёт возможность судить о степени поражения овец паратифом. С помощью РА удаётся отличать аборты паратифозного характера от абортов, вызванных другими причинами. Наконец, результаты РА дают возможность правильно строить ветеринарно-зоотехнические мероприятия по борьбе с паратифом овец и , в необходимых случаях, применять средства специфической профилактики или антибиотики. ^ Это экспресс метод обнаружения сальмонелл в пат материале, особенно в мясе, даже с признаками разложения. Из исследуемого материала готовят препараты-отпечатки, фиксируют их метиловым или этиловым спиртом, после чего обрабатывают смесью сальмонеллёзных люминесцирующих сывороток. При обнаружении характерного свечения (зелёно- жёлтое свечение клеток культуры) дополнительно готовят мазки – отпечатки и окрашивают раздельно люминесцирующими сыворотками, которые присутствовали в смеси. ^ Фаги наделены значительной специфичностью и могут лизировать сальмонеллы, принадлежащие к определённому типу и группе. Вопрос о фаготипах сальмонелл изучен ещё недостаточно. У S. typhi обнаружено 78 фагов, у S. typhimurium – 13, у S. paratyphi А и В – 6 фаготипов. С диагностической целью чаще используют групповые (поливалентные) и типовые сальмонеллёзные фаги. При испытании в жидкой среде в 2 пробирки засевают суточную культуру сальмонелл, в одну добавляют 3-4 капли фага, вторую оставляют для контроля. В пробирке с фагом через 12 – 24 часа отмечается значительное просветление, указывающее на лизис бактерий. На плотной среде в чашках равномерно распределяют суточную культуру сальмонелл и затем под углом наносят каплю фага, чтобы образовалась «канавка» на пластинке агара. Чашку помещают в термостат. На следующий день на месте внесения фага роста не будет или образуются стерильные зоны (колонии фага). Нужно иметь в виду, что у сальмонелл широко распространено фагоносительство (лизогения), способствующее возникновению «атипичности» и нечувствительности к фагам. Для обнаружения сальмонелл в различных субстратах можно применять реакцию нарастания титра фага: при контакте со специфическим микробом происходит размножение фага и увеличение количества фаговых корпускул. ^ На мясоперерабатывающих предприятиях сальмонеллёз устанавливается при послеубойном исследовании. Характер патологоанатомических изменений зависит от вида и возраста животных, физиологического состояния организма в момент заболевания, формы и длительности течения болезни, от типов сальмонелл и их вирулентности. Патологоанатомические изменения наиболее характерны у молодняка при острой и подострой формах заболевания. Особенно отчётливо изменяется печень, она часто увеличена, ломкая и имеет тёмно или пурпурно-оранжевый цвет. Поверхность печени окрашена неравномерно. В паренхиме отмечают мельчайшие кровоизлияния, нередко в неё выявляют мелкие серо-белые или золотисто-жёлтые некротические очажки, большинство которых различимо только гистологически. Реже такие очажки обнаруживают в селезёнке и почках. В острых случаях инфекции желчный пузырь увеличен в объёме и заполнен большим количеством желчи с примесью слизи и серых хлопьев. Мезентериальные лимфоузлы набухшие, сочные и гиперемированы. В кишечнике отмечается катаральное воспаление. Тонкий отдел кишечника вздут газами, в нём содержится мутная густая слизь. Слизистая оболочка кишечника отёчная, местами гиперемирована, резче на складках, иногда с точечными кровоизлияниями. Слизистая оболочка толстых кишок разрыхлена и покрыта чрезмерным отрубьевидным налётом. Селезёнка часто увеличена, пульпа малиново-красного цвета. В грудной полости обнаруживается жидкость с хлопьями фибрина, а в лёгких воспалительные очаги. Воспалительный процесс часто захватывает обе половины лёгких, иногда он локализуется в какой-нибудь доле лёгкого. В поражённых участках на поверхности разреза при надавливании появляется густая кровянистая или гнойная жидкость. Чаще поражаются передние доли лёгких. Иногда в лёгких наблюдаются резко ограниченные уплотнённые гнёзда продуктивного воспаления с желтовато серой окраской поражённых участков и творожистым распадом в центре. В перикарде нередко содержится серозный или серозно-фибринозный экссудат. Иногда между миокардом и перикардом обнаруживаются спайки. Сердечная мышца дряблая и тусклая на разрезе. Коронарные сосуды переполнены кровью. При остром течении инфекции в лимфоузлах на серозных оболочках, в корковом слое почек и на слизистой оболочке желудка и кишечника обнаруживаются кровоизлияния. При хроническом паратифе селезёнка увеличивается незначительно, а в паренхиме печени часто обнаруживаются мелкие некротические очажки. При гистологическом исследовании печени выявляют ограниченные воспалительные очаги продуктивного характера в виде гранул различных размеров. В них , главным образом, и находятся скопления сальмонеллёзных бактерий. Наличие инфекционных гранулем, по-видимому, ограничивает размножение сальмонелл и их распространение по организму. Селезёнка часто бывает увеличена. Патологоанатомические изменения при сальмонеллёзах у различных животных описываются отдельно. Окончательный диагноз устанавливают на основе бактериологического исследования. Бактериологическое исследование мяса проводят: при вынужденном убое животных, когда необходимо исключить заразные болезни; при подозрении на септикопиемические процессы и травления, а также в других случаях, предусмотренных ветеринарным законодательством. Для бактериологического исследования берут следующие пробы: куски мышц, размером не менее 8Х6Х6см, покрытых фасцией (желательно из сгибателей или разгибателей передней или задней конечности), внутренние подвздошные лимфоузлы с окружающей их соединительной и жировой тканями, селезёнку, почку, часть печени с желчным пузырём и лимфоузлом, при этом желчь выливают. От мелких животных и свиней, кроме вышеуказанных проб, берут трубчатую кость. Каждую пробу в отдельности завёртывают в пергаментную бумагу, складывают в герметичную тару (металлическая, стеклянная тара) и опечатывают. Одновременно пишут сопроводительный документ, где указывают вид животного или продукции, кому принадлежит продукт, какой материал направлен, в каком количестве, причину направления материала на исследование, какие в продукции обнаружены изменения, предполагаемый диагноз и какое требуется провести исследование. Для выделения сальмонелл исследователи предложили большое количество питательных сред. Чаще всего в лабораторной практике используют элективные среды: бактоагар Плоскирева, среду Левина, висмут-сульфитный агар и т.д. В случае предполагаемой незначительной обсеменённости материала сальмонеллами и обильном загрязнении сапрофитной микрофлорой применяют среды обогащения: тетратионовый бульон Мюллера, тетратионовый бульон с желчью и бриллиантовой зеленью по Кауфману. Бактериологическое исследование начинают с изучения мазков-отпечатков , окрашенных по Грамму. Наряду с бактериоскопией производят высевы из исследуемого материала на МПА и элективные среды. Одновременно с посевом на плотные питательные среды материал высевают на одну из сред обогащения. Посевы инкубируют при температуре 37 градусов и просматривают через 12, 16, 24 и 48 часов, обращая внимание на форму и цвет колоний. На агаре Эндо сальмонеллёзные бактерии образуют круглые розовые прозрачные или полупрозрачные колонии; на бактоагаре – прозрачные, бесцветные или нежно-розовые. При отсутствии роста сальмонеллёзных бактерий на элективных средах на них высевают материал из сред обогащения. Колонии бактерий, подозреваемые в принадлежности к сальмонеллам, исследуют по РА. Для этого часть колоний снимают петлёй и эмульгируют на предметном стекле с каплей физраствора, затем наносят 1 – 2 капли поливалентной агглютинирующей сыворотки в разведении 1:10. Положительная РА в капле смеси сывороток обнаруживается через 1 – 2 минуты при лёгком покачивании стекла. Она заключается в образовании мелких хлопьев с просветлением жидкости. Если при характерном росте колоний на элективных средах и наличии грамотрицательных подвижных палочек получена отрицательная агглютинация, делают биохимический анализ выделенных бактерий. С этой целью производят посев из исследуемой колонии в маленькие пробирки, содержащие по 1 мл сред Гисса с лактозой, глюкозой, сахарозой, маннитом и арабинозой, а также на бульон Хоттингера для определения индолообразования. Для этого исследуемую колонию снимают петлёй и смешивают с 0.5 – 1мл физраствора. Полученную взвесь засевают на указанные среды и помещают посевы в термостат при температуре 37 градусов. Через 12-14 часов чашки с посевами просматривают. К сальмонеллам относят бактерии, не разлагающие лактозу и маннит и не образующие индола. Для полной типизации выделенную культуру засевают на среды Гисса с ксилозой, инозитом, дульцитом и рамнозой. Кроме этого, делают высевы на среды Биттера и Штерна. Если невозможно провести типизацию с помощью серологического метода, проверяют выделенные культуры на патогенность путём заражения мышей. Очень часто неагглютинабельные штаммы вызывают у мышей такие же патологоанатомические изменения, которые наблюдаются при заражении их типичными штаммами сальмонелл. Нередко после пересева атипичных штаммов на щелочные среды (pH 8.0 – 8.2) и пассирования через мышей их агглютинабельность восстанавливается. Необходимо знать, что в пат. материале, а иногда и в мясопродуктах, сальмонеллы сравнительно быстро исчезают в направлении антагонистического действия на них бактерий кишечной палочки и некоторых других микроорганизмов. Биопрепараты и средства специфической профилактики. ТЕЛЯТА. В нашей стране опыты по вакцинации гретыми и фенолизированными бульонными культурами проведены П.Н. Тихоновым (1931). Далее были приготовлены бульонная и агаровая формолвакцины. В дальнейшем убитые вакцины совершенствовались путём использования адъювантов и изготовления препаратов из нескольких серотипов (поливалентная вакцина). Достоинство убитых вакцин в том, что они безопасны для животных и продуктов их убоя, но следует отметить слабую иммуногенную активность убитых вакцин: создаётся иммунитет недостаточного напряжения и длительности. Слабая эффективность убитых вакцин объясняется неполноценностью АГ и недостаточностью антигенного раздражения. Имеются доказательства, что колостральный иммунитет в последующем отражается на вакцинации новорождённых телят. При применении убитых вакцин необходимы многократные прививки. Низкий индекс иммуногенности (соотношение иммунизирующей дозы в общей сложности 20млрд м.т. и заражающей 2млрд. м.т., т.е. 10:1) также свидетельствует о несовершенности убитых вакцин. Убитые вакцины в комплексе с другими мероприятиями не всегда обеспечивают ликвидацию сальмонеллёза телят. Учитывая недостаточную эффективность убитых вакцин, в ряде стран разработаны и успешно апробируются живые вакцины из аттенуированных штаммов сальмонелл. Аттенуированные штаммы отличаются пониженной способностью размножаться в организме животных, большей чувствительностью к фагоцитозу и неспособностью размножаться внутри лейкоцитов. Фагопрофилактика апробирована в нашей стране и за рубежом. Новорождённым телятам в первый день жизни назначают энтерально 30-50 мл фага, предварительно за полчаса до этого желательно животному дать 20 – 25 мл 5%-го раствора соды, а можно вообще фаг выпаивать натощак. Дачу фага необходимо повторять через каждые 5-7 суток в течение двух месяцев. Возможно комбинирование фага с вакцинацией. Поливалентную сыворотку против паратифа телят и других животных или бивалентную сыворотку против паратифа и колибактериоза телят получают путём гипериммунизации волов. С профилактической целью сыворотку вводят внутримышечно или подкожно в дозах 10-30мл; с лечебной (в начале болезни) – 40-80мл подкожно, внутримышечно, иногда внутривенно. При подостром и хроническом течении сыворотка малоэффективна. Для лечения сальмонеллёза телят применяют антибиотики широкого спектра действия, а также в сочетании с сульфаниламидными и нитрофурановыми препаратами. Во избежание сальмонеллоносительства, антибиотики рекомендуют назначать сравнительно длительное время, во всяком случае не менее 5-7 суток после исчезновения клинических симптомов болезни. Лучшие результаты получены от применения хлоромицетина или его синтетического аналога левомицетина – 10-20мг/кг. Эффективны также тетрациклины – 10-20мг/кг и неомицин – 20тыс.ед/кг. В связи с тем, что пневмонии сальмонеллёзной этиологии осложняются другой микрофлорой, целесообразно указанные выше антибиотики сочетать с внутримышечной инъекцией бициллина или с ампициллином, а также дачей сульфаниламидных препаратов. По данным ряда исследователей, применение нитрофурановых и сульфаниламидных препаратов приводило к выздоровлению телят, но они оставались носителями инфекции. У телят болезнь протекает остро и хронически с наличием лихорадки, расстройством функции кишечника, воспалением лёгких. Основные возбудители S. dublin, S.enteritidis, S. typhimurium. |
|||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
ни гр.
2
1
0
0
9
Ваша оценка этого документа будет первой.
Ваша оценка:
Похожие:
База данных защищена авторским правом ©MedZnate 2000-2016
allo, dekanat, ansya, kenam
обратиться к администрации | правообладателям | пользователям
allo, dekanat, ansya, kenam
обратиться к администрации | правообладателям | пользователям