Учебно-методическое пособие Минск бгму 2010 удк
|
|
Скачать 1.83 Mb.
|
При подозрении на анаэробную инфекцию следует учитывать, что неправильное взятие материала приведёт к искажению результата исследования. Материал лучше брать до начала химиотерапии, во время вскрытия или дренирования очага. Вегетативные формы анаэробов погибают при доступе кислорода, поэтому биологический материал берут в строго анаэробных условиях, исключительно из пораженных инфекционным процессом зон. Содержимое замкнутых полостей пунктируют стерильным шприцем и 3–5 мл материала вносят, путём прокола резиновой пробки, во флакон с бескислородной газовой смесью (80% азота, 10% водорода, 10% углекислого газа) либо в специальную транспортную среду для анаэробов. При отсутствии транспортных флаконов материал забирают в большем количестве, например, гной берут в объёме 8–15 мл, немедленно доставляют в лабораторию и сразу же исследуют.При подозрении на анаэробную бактериемию на высоте лихорадки берут 8–10 мл крови и, прокалывая резиновую пробку, вносят в 80–100 мл среды для анаэробов. Неприемлемыми для анаэробного культивирования являются пробы, отобранные тампонами, собранные с поверхности кожи и слизистых, с поверхности ран, отхаркиваемая мокрота, моча, выделения из половых органов, желудочное и кишечное содержимое.Для транспортировки исследуемого материала используют транспортные среды, предотвращающие токсическое действие кислорода (Amies, Cary&Blair, Stuart). ^ При проведении лабораторных исследований всегда следует стремиться к тому, чтобы материал в возможно более короткие сроки был доставлен в лабораторию и как можно раньше исследован. Промедление на любом из этапов снижает вероятность выделения возбудителей. Организационно забор клинического материала для микробиологического исследования может производиться следующими способами. 1. Оптимальным является взятие материала в лаборатории, где предусмотрены помещения для регистрации больных и забора у них материала. Взятие материала производит специально обученный средний медицинский персонал. 2. ^ В этом случае в кабинете необходимо иметь термостат, поддерживающий температуру 370С. Взятие материала и посев его на предварительно прогретую в термостате питательную среду производит лечащий врач, который затем все засеянные питательные среды помещает в термостат. Питательные среды с посевным материалом выдерживают в термостате 24 часа, а затем доставляют в бактериологическую лабораторию для изучения и исследования, по возможности создав при этом термостатные условия, особенно в холодное время года. Данный способ приемлем. 3. Забор материала и посев его на питательную среду в кабинете лечащего врача и последующая доставка материала в лабораторию в ближайшие часы (не позже 6 часов с момента посева) в переносном термостате. Данный способ возможен, но не желателен. 4. ^ в кабинете лечащего врача в транспортную среду. Материал забирает врач, принимающий больного, специально подготовленным для этого стерильным тампоном, помещает последний в стерильную пробирку с транспортной средой, закрывает резиновым колпачком и помещает в холодильник при +4оС для хранения до окончания взятия материала у больных, которым планировалось в этот день бактериологическое исследование. Затем посевной материал отправляют в бактериологическую лабораторию не позже 24 часов с момента забора материала. Данный способ можно применять при пересылке материала с отдаленных территорий. 5. При невозможности быстрой доставки материал должен храниться в холодильнике при +40C или на льду (за исключением материала, в котором предположительно содержатся менингококки или гонококки). Материал без консерванта можно хранить при температуре +40С 1–2 суток, консервированные в 50% глицерине кусочки органов - несколько недель. Для более длительного хранения некоторых видов материала (сыворотка крови) материал замораживают при -200С. Так поступают при проведении серологической реакции ИФА в неразъёмных планшетах, так как на одном планшете одновременно исследуются образцы сыворотки 30–45пациентов. Транспортировка материала производится в закрытой стеклянной посуде, помещённой в биксы. На каждом сосуде должна быть этикетка с указанием Ф. И. О. больного, даты забора материала. Обязательно наличие сопроводительного документа (направления), в котором указывают:
В лаборатории поступивший материал регистрируется в специальном журнале, туда же записывается и результат исследования. После исследования остатки материала подлежат уничтожению (автоклавированию или сжиганию), а посуда и инструменты, бывшие в контакте с биоматериалом – обеззараживанию. ^ МЕТОД ИССЛЕДОВАНИЯ (БСМИ) БСМИ - совокупность способов обнаружения и изучения морфологических и тинкториальных (способность окрашиваться) свойств микробов в исследуемом материале (лабораторная культура, патологический материал, пробы из внешней среды) с помощью микроскопии. Цели БСМИ.
^ (всего 4 этапа). 1 этап БСМИ. Забор, хранение и транспортировка материала. 2 этап БСМИ. Приготовление микропрепаратов. В лабораторной практике используют следующие типы микроскопических микропрепаратов: 1) препараты, позволяющие изучать микроорганизмы в убитом состоянии:
В пламени горелки прокаливают (фламбируют) бактериальную петлю и верхнюю часть петледержателя (петлю держат в правой руке как писчее перо, левши - наоборот).
Правильно приготовленный мазок должен быть равномерно тонким, желтоватого цвета, достаточной величины, т. е. располагаться на 1–1,5 см от краёв, занимать 2/3 длины стекла и заканчиваться «метёлочкой». Толстые, густо-розовые мазки не следует использовать, т. к. в них морфология клеток плохо различима. Для получения качественных мазков крови следует учитывать следующие моменты: а) предметные стёкла и стёкла, которыми готовят мазки должны быть безупречно вымыты и обезжирены в смеси Никифорова. б) кровь с антикоагулянтом может сохраняться при +40С в течение 24 часов без существенных изменений числа и морфологии клеток. Тем не менее, гематологические исследования рекомендуется проводить как можно раньше, так как патологические клетки часто менее устойчивы к хранению. При использовании антикоагулянта, нужно помнить, что несоответствие концентрации антикоагулянта к объёму взятой крови, недостаточно тщательное смешивание могут привести к значительным ошибкам (неточному определению концентрации клеточных элементов, искажению морфологической структуры клеток).
^ бывают двух типов: 1) простые – используется один краситель, чаще водный фуксин (время экспозиции 1–2 мин) или 1% спиртово-водный раствор метиленовой синьки (время экспозиции 3–5 мин). Время экспозиции определяется толщиной мазка: чем он толще, тем время больше. По истечении времени экспозиции краситель сливают, препарат промывают водой, высушивают, микроскопируют. ^ – применяют 2–3 контрастных по цвету красителя, что позволяет дифференцировать микроорганизмы и выявить некоторые особенности их строения или дифференцировать клетки макроорганизма (табл. 2). Таблица 2 Сложные методы окраски клеточных структур бактерий
Сложный метод окраски по Романовскому-Гимза используют для окрашивания простейших, спирохет, ядерных элементов. Сухие мазки фиксируют в метиловом спирте (5 мин) или в смеси Никифорова (15 мин), погружают в рабочий раствор (разведение 1:4) краски Романовского-Гимза (состоит из азура, эозина и метиленовой синьки) на 5-7 мин, промывают дистиллированной водой и высушивают. Каждая новая партия красителя требует отработки своего режима окраски, даже если они применяются для одного и того же биоматериала. Краситель можно использовать неоднократно, соблюдая условия хранения. При окраске по Романовскому-Гимза цитоплазма простейших голубая, ядра красные. Боррелии сине-фиолетовые, трепонемы и лептоспиры слабо-розовые. Правильно окрашенный по Романовскому-Гимза мазок крови имеет светло-розовую окраску; эритроциты розовые; ядра лейкоцитов фиолетово-красного цвета с хорошо видимой структурой хроматина, хорошо выделяются ядрышки; цитоплазма нейтрофилов светло-розовая; базофильная зернистость синяя, эозинофильная - красная, нейтрофильная – сиреневая, зернистость моноцитов - нежная азурофильная. ^ с оценкой формы, размеров, взаимного расположения микробов. Микроскоп (греч. skopeo – смотрю) – оптический прибор для получения увеличенных изображений объектов, не видимых невооружённым глазом. Различают световую (светлопольную, иммерсионную, темнопольную, фазово-контрастную, люминесцентную) и электронную микроскопию. ^ – основной метод исследования клеток и тканей, в котором для освещения объекта используют лучи видимого спектра.  Рис.1. Устройство светового микроскопа Световой микроскоп (рис. 1) имеет механическую систему и оптическую систему (объектив, окуляр, осветительное устройство). Объективы по способу использования и степени увеличения делятся на сухие - между объективом и рассматриваемым предметом находится воздух и иммерсионные (лат. immersio – погружение) – между объективом и рассматриваемым предметом находится жидкость. Светлопольная микроскопия предназначена для изучения окрашенных препаратов. Изображение создается за счёт различий в степени поглощения света разными участками исследуемого окрашенного объекта (рис. 2). При прохождении пучка света через окрашенный препарат происходит изменение интенсивности света, т. е. меняется амплитуда световой волны. Такие амплитудные изменения легко улавливаются человеческим глазом. Возможно применение светлопольной микроскопии и при наблюдении неокрашенных нативных препаратов, но лишь в том случае, если они рассеивают освещающий пучок настолько сильно, что значительная часть его не попадает в объектив.
|
Ваша оценка этого документа будет первой.
Ваша оценка:
Похожие:
База данных защищена авторским правом ©MedZnate 2000-2016
allo, dekanat, ansya, kenam
обратиться к администрации | правообладателям | пользователям
allo, dekanat, ansya, kenam
обратиться к администрации | правообладателям | пользователям